药物安全性评价的实验开始前，病理工作项目负责人应从课题负责人处得到实验的总体安排，以便能合理地安排时间，查阅有关药物毒性损伤资料以及适时地观察动物的毒性症状，并在实验结束前1周安排好参加尸检的人员及常规准备好必要的设备和解剖器械等。

(一)尸检记录

常规尸检记录内容包括：实验内容、死亡时间、送检时间、送检要求、动物种类、动物编号、病理编号、动物性别、体重和死亡情况(自死或活杀及活杀的方法)，解剖所见、脏器重量、送检单位和送检者、解剖者和解剖日期等。

批量动物尸检记录内容包括：课题名称、动物种类和实验内容、活杀及解剖时间、实验分组、原编号与病理编号、动物性别和体重，解剖所见、脏器重量、送检单位和送检者、解剖者和解剖日期等。

(二)动物处死

根据实验设计，需在不同时期人为处死动物以便最后一次取血和观察形态学变化。动物处死的基本要求是使动物迅速死亡，避免组织中某些成分改变。处死时要防止动物因剧烈的挣扎而逃脱或咬伤实验人员。常用的活杀方法和适合的实验动物有以下几种，颈髓拉断法只适用于小鼠;急性失血法可用于大鼠、豚鼠、犬和猴;麻醉后失血法多种动物都适用，尤其较大动物不便处理时多采用，如犬、猪、猴等;麻醉后灌流固定法适于各种常用的实验动物，特别对脑的固定有独到的好处，但操作不便，大批量动物实验难以实施。其他还有家兔常用的空气栓塞法等。

实验动物的处死一定要前后一致，避免同批实验动物由于处死方法不一致而可能带来的细小差别。实验室常采用的断头法为取脑争取了时间，但药物毒性试验的尸体解剖不应采用，因为断头时脊髓会受到破坏，甲状腺也难以避免。不应使用敲击头颅等剧烈震荡性伤害而使动物发生晕厥再处死的方法。失血处死实验动物，解剖后肉眼观察有较清楚的视野。由于现在活杀前多最后一次抽血进行生化检验，所以多采用麻醉后取血再放血处死的方法。

动物处死前，要认真核对动物的实验分组，笼号、动物自身编号、性别，做到准确无误。

(三)动物尸体的外表检查

全身体表检查是病理检查的第一步，检查的内容包括全身一般情况，如发育情况，有无明显消瘦，有无脱水或浮肿等。皮肤是否粗燥，有无出血、皮疹和溃疡及有无脱毛等。全身及局部的体色有无改变，口、鼻、眼、耳、外阴和肛门等有无异常或较多分泌物。检查时也要注意动物的足趾。如有的抗病毒类药物以及博来霉素可以造成犬足底的溃疡。

体毛减少：给药后的感染使皮肤受损可以造成体毛减少。皮肤寄生物感染也可以引起局部的体毛减少。抗肿瘤药物对增生旺盛的细胞有较大影响，也可引起明显的毛发脱落。Wistar雌性大鼠同时给予高剂量的孕激素和雌激素50周，可以出现难以恢复的脱毛。先尾根部，再腰区、头区和腹部，直至完全脱光。溴隐亭是拮抗多巴胺的催乳抑制药，在大鼠和犬都可以看到它抑制体毛生长而致减少的作用。有的人血液代用品可以引起大鼠局部体毛完全脱落，脱落处的皮肤光洁。

(四)实验动物病理解剖前的准备

常规准备好必要的解剖设备和与待解剖动物相适合的解剖器械。动物解剖室要采光良好，空气流通，有自来水冲洗，便于消毒。解剖器械可用来苏水和苯扎溴铵(新洁尔灭)(1/1000)，加热消毒，后者加入0.5%亚硝酸钠可防锈。尸检后用苯扎溴铵或过氧乙酸0.2%～0.5%溶液，对细菌、病毒和芽孢均有杀灭作用。有臭味时可用高锰酸钾饱和液浸洗，再草酸液洗去紫色后清水冲洗，也可5%水合氯醛浸泡5～10min。

(五)解剖过程

(1)将动物置于解剖台，确认是待检动物后进行剖检。

(2)解剖顺序多为先腹腔后胸腔、再脑、脊髓、外周神经、骨髓、体腔外特殊部位、注射部位皮肤和肌肉等。可逐系统逐脏器地进行。有时也因实验的目的不同而有所改变，如重点观察毒作用对呼吸系统的影响，也可先从胸腔和上呼吸道开始解剖。

(3)较大的动物如犬、猴可采用与人体相似的Y字型切口，即从一侧的肩顶切开，沿锁骨向下倾斜至胸骨柄，再对称切至另一侧肩顶，纵向从胸骨切至耻骨连合，上可达颏下。大鼠和小鼠可取纵向的直行切口，胸部在皮下可沿肋软骨再作辅助切开。

解剖时应注意以下几点：

(1)实验中期动物死亡应立即进行剖检，以避免组织出现自溶。个别不能立即剖检的自死小动物可暂时放入4℃冰箱，并立即通知病理人员及时解剖。

(2)解剖要在规范的基础上以最大范围暴露内脏器官为宜。即规范操作，细致检查，详细记录。

(3)解剖过程应尽量减轻解剖器械对器官和组织的各种机械损伤，采用有齿镊夹取出入器官的血管或组织被膜，可减小损坏范围。切开组织时，应避免过重挤压，可用锋利刀刃以拖拉方式切开组织。

(4)根据动物生前的症状，判断哪种主要的系统受到损伤，解剖时仔细检查进行验证。根据检查的结果决定该系统不同脏器的取材数量。

(六)脏器检查

动物解剖过程中进行的肉眼检查是整个病理检查中重要的一步，许多病变在肉眼检查可以发现。完整、细致的检查是得到正确诊断的开始，准确、合理的标本取舍成为光镜、电镜制样的基础。因此，一定要重视动物的解剖和脏器检查。脏器检查可先进行对照组的剖检，然后再进行实验组刮检。实验组也可按大、中、小的剂量组进行，以便可疑发生变化的器官不致疏漏。注意观察脏器的位置、大小、色泽、表面光滑度，组织含水量及脏器边缘的锐度和附加物。

位置：有无左右易位，受压移位，或器官缺损和塌陷。

大小：体积的增大，缩小或局部突出肿大。

色泽：脏器整体或局部颜色的增深、变浅。

附加物：脏器有无出血，胸腹腔有无积液，积液为何种颜色，量是多少。网膜、脏器和体腔相互间有无粘连。

质地：注意检查实体器官有无明显的质地改变。心肌在剧烈收缩时可硬如橡皮块，有的毒性作用后心肌可明显塌软。检查时与正常对照比较有无明显差别。

脏器的切面观察要包含脏器内的完整结构，因此切面要尽可能大。例如观察肾脏应当从肾门入刀取肾的最大平面切开，在这个平面上有肾门、肾盂、肾盏及肾脏的皮质和髓质的最大部，便于检查。

所有中空的脏器，如食管、胃肠道、子宫、膀胱，一般说都应剖开而使粘膜面暴露，以便于发现更易受损害的腔面，同时注意检查内容物有无异常。

(七)体重和脏器重及脏器系数的比较

动物长期毒性试验开始后，应该间隔适当时间称量动物体重。动物体重增长减慢或体重减轻可以部分反映毒性损害的程度。食物或饮水中拌入药物对动物造成口味不适可引起食物摄入减少;给药产生的厌食或对机体造成的全身毒性反应也可摄食减少。据认为口味不适或食欲差引起的成年动物体重减轻不会对其生殖功能产生影响。限制饮食影响动物的体重，但对不同动物的生殖功能影响也不一样。有人观察了Swiss小鼠在限制饮食后，体重和精子计数都下降，而大鼠则未见精子明显减少。

在进行实验动物剖检的同时，也要将一些实质器官称重，目的是为了计算脏器系数，即脏器重量占体重的比值。称重的器官有心、肺、肝、脾、肾、甲状腺、胸腺、肾上腺、睾丸、卵巢和脑等。通过脏器系数的分析和比较，能反映出组间的差异程度，进而判断这种差异的统计学意义和生物学意义，为最终的病理诊断提供参考。

多数用于实验的动物由于品系较纯正，同批实验动物月龄接近，体重波动小，因此，脏器系数的组内差值小，毒性作用引起器官和组织一定程度的病理改变外，也较敏感地反映到脏器系数的变化上，它是病理检查中一项重要的客观指标。脏器系数的差异，并不反映病变的性质，但可以旁证组织病理学的检查结果。在综合分析脏器系数时应注意以下几点。

(1)动物解剖由多人进行，应注意操作的规范化。切取某一器官应有统一的标准，例如心脏应保留多长根部大血管等。

(2)脏器系数需通过动物的体重计算，因此组间动物的体重变化有重要意义。在比较脏器系数之前，先比较体重有无差别。体重比较无显著性差别，脏器系数有显著差别，提示该组动物器官可能存在有病理性损伤或有潜在的损伤。

(3)脏器重量的增减可能掩盖脏器系数的明显变化，包括新生物、增殖、炎症、坏死、缺血、水肿和萎缩等。体重减轻有显著性差别，而脏器系数无显著性差别，并不能排除该器官受到损伤。因此有人提出用脏器重量与脑的重量进行比较反映脏器系数的变化，因为动物的脑重在一般的药物毒性试验中变化不大。

(4)同批实验的脏器系数互相比较有统计学价值，不同批同品系同月龄实验动物的正常对照组的脏器系数有参考价值。组间比较时，雌雄要分开。长期毒性试验时雌雄间的体重差别较大，脏器重量也多有差别。

(5)杂种犬的体重和年龄差别较大，现在多用种系纯正的比格犬进行实验。有时犬和猴的实验由于组内的动物数少，脏器系数波动大，因此难于计算出统计学的显著性差异，而有的出现显著性差异，生物学意义也不大。

(6)实验过程中动物死亡，一般不计算脏器系数，或计算后不归入组内，只单独记录。因为死亡后距病检间隔时间不同，脏器的淤血轻重不一，脏器系数的波动较大。

(7)称量脏器时要在活杀后迅速进行，以免脏器表面的水分蒸发，尤其小的器官影响会更大，必要时可用生理盐水纱布湿敷。脏器要避免长时间在水中浸泡，因易产生人为的水肿。

另外秤的称量和感量应符合称重的要求。使用与微机连通的电子天平进行脏器的称重，在称量、记录和统计学处理时均方便省时，并避免了误记。